معلومة

تحويل خارج الميتوكوندريا من أسيل كارنتين إلى أسيل CoA

تحويل خارج الميتوكوندريا من أسيل كارنتين إلى أسيل CoA


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

عادةً ما يتم تحويل الأحماض الدهنية في شكل أسيل CoA إلى أسيل كارنيتين في تفاعل محفز بواسطة كارنيتين بالميتويل ترانسفيراز 1 (CPT1) ، والذي يُعرف أيضًا باسم كارنيتين أسيل ترانسفيراز 1. وهذا يسمح بنقلها عبر الغشاء الداخلي للميتوكوندريا بواسطة ترانسفيراز عندما يتم تجديد أسيل CoA في تفاعل مطابق كيميائيًا ولكن يتم تحفيزه بواسطة إنزيم مختلف ، كارنيتين بالميتويل ترانسفيراز II (CPT2).

كنتيجة للملاحظات التي قدمتها (مفصلة أدناه) ، أود أن أعرف ما إذا كان الأسيل كارنيتين الذي لم يدخل في الميتوكوندريا - سواء كان موجودًا في العصارة الخلوية أو الدم / البلازما - يمكن تحويله مرة أخرى إلى أسيل CoA دون الدخول في الميتوكوندريا؟

بشكل أساسي ، هل يحدث تفاعل مثل ذلك الذي يحفزه CPT2 خارج مصفوفة الميتوكوندريا الداخلية؟

التفصيل

أنا أدرس مستقلبات البلازما. أثناء الصيام ، هناك زيادة في أسيل كارنيتينات البلازما بسبب زيادة استخدام الدهون / أكسدة بيتا. إذا تم كسر الصيام ، فمن المفترض عادةً أن تنخفض مادة الأسيل كارنيتين. الغريب أن بعض الناس يعانون من زيادة في أسيل كارنيتينات البلازما من 0 إلى 30 دقيقة بعد تناول الطعام - لكنهم بعد ذلك ينخفضون بعد 30 دقيقة. أنا في حيرة من أمري بعد 30 دقيقة من تناول الطعام ، لا تزال مستويات الأنسولين المرتفعة المنتشرة موجودة ويجب أن تستمر في العمل على تثبيط غالبية أكسدة الأحماض الدهنية - ومع ذلك فإن الزيادة الفردية ثم الانخفاض في أسيل كارنيتين بعد 30 دقيقة من تناول الطعام لا تزال موجودة.

لذلك يتركني مع السؤال ، هل هناك مسار آخر يتم فيه تحويل الأسيل كارنيتينات مرة أخرى إلى أسيل CoA خارج الميتوكوندريا؟ باختصار ، كيف تتذكر الخلية الأحماض الدهنية الموجهة للميتوكوندريا؟


  1. مقدمة إلى Ann N Y Acad Sci. (2004) يسرد 1033: 17-29 مختلف كارنيتين أسيل ترانسفيراز ويذكر CPT-1a و CPT-1b و CPT-1c (خاص بالأنسجة) لكنه يذكر أن هناك CPT-2 واحد فقط في البشر. لا يبدو أن هناك أي متغير آخر ، لذا فإن التحويل الإضافي للميتوكوندريا لأسيل كارنيتين إلى أسيل CoA سيتطلب متغيرًا لاحقًا للترجمة من CPT-2 ، أو CPT-1 يعمل في الاتجاه العكسي.

  2. مناقشة استقلاب الكارنيتين في بيرج وآخرون.، القسم 22 ، يشير إلى أن التفاعل قريب من التوازن. ومن ثم ، إذا كانت تركيزات الركيزة والمنتج مناسبة لكان ذلك ديناميكا حرارية من الممكن أن يعمل CPT-1 في الاتجاه العكسي.

  3. ديناميكا حرارية ممكن لا يعني بالضرورة إنزيميا المستطاع. لست على دراية بالدراسات الحركية على CPT-1 و CPT-2 ، لكن يتصور أن CPT-1 له تقارب أعلى لـ acyl CoA والكارنيتين مقارنة بمنتج أسيل كارنيتين ، وأن الوضع العكسي ينطبق على CPT-2. أتخيل أن قدرة CPT-1 (أو شكل إسوي معين) لتحفيز رد الفعل العكسي في الظروف الفسيولوجية ستعتمد على كم لأسيل كارنيتين وتركيز الأخير. قد يكون من المفيد رؤية التحليل الحركي الذي تم إجراؤه.

  4. قد يكون الموقف "المناسب" لـ (2) إذا كان هناك شيء ما يمنع استخدام أسيل كارنيتين في الميتوكوندريا في الخلايا "المستهدفة".

  5. إذا كنت تعمل في هذا المجال ، فستعرف أكثر مني أن هناك العديد من الحالات السريرية والحالات شبه السريرية (مثل السمنة) التي تؤدي إلى الاستخدام غير الطبيعي لأسيل كارنيتين. هل يمكن أن تكون الحالات غير الطبيعية التي تلاحظها لمثل هؤلاء الأفراد؟


حاملة الميتوكوندريا كارنيتين أسيل كارنيتين (SLC25A20): الآليات الجزيئية للنقل ، والدور في استشعار الأكسدة والاختزال والتفاعل مع الأدوية

1 معهد الأغشية الحيوية والطاقة الحيوية والتقنيات الحيوية الجزيئية (IBIOM) ، المجلس القومي للبحوث ، عبر أورابونا 4 ، 70126 باري ، إيطاليا [email protected] (A.T.) [email protected] (N.G.)

نيكولا جيانجريجوريو

1 معهد الأغشية الحيوية والطاقة الحيوية والتقنيات الحيوية الجزيئية (IBIOM) ، المجلس القومي للبحوث ، عبر أورابونا 4 ، 70126 باري ، إيطاليا [email protected] (A.T.) [email protected] (N.G.)

لارا كونسول

2 وحدة الكيمياء الحيوية والتكنولوجيا الحيوية الجزيئية ، قسم DiBEST (Biologia، Ecologia، Scienze della Terra)، University of Calabria، Via P. Bucci 4C، 87036 Arcavacata di Rende، Italy [email protected]

فرديناندو بالميري

1 معهد الأغشية الحيوية والطاقة الحيوية والتقنيات الحيوية الجزيئية (IBIOM) ، المجلس القومي للبحوث ، عبر أورابونا 4 ، 70126 باري ، إيطاليا [email protected] (A.T.) [email protected] (N.G.)

3 قسم العلوم البيولوجية والتقنيات الحيوية والصيدلة الحيوية ، جامعة باري ، 70125 باري ، إيطاليا

سيزار إنديفيري

1 معهد الأغشية الحيوية والطاقة الحيوية والتقنيات الحيوية الجزيئية (IBIOM) ، المجلس القومي للبحوث ، عبر أورابونا 4 ، 70126 باري ، إيطاليا [email protected] (A.T.) [email protected] (N.G.)

2 وحدة الكيمياء الحيوية والتكنولوجيا الحيوية الجزيئية ، قسم DiBEST (Biologia، Ecologia، Scienze della Terra)، University of Calabria، Via P. Bucci 4C، 87036 Arcavacata di Rende، Italy [email protected]


ملخص ل-كارنتين

المعلومات الأولية والفوائد الصحية والآثار الجانبية والاستخدام وتفاصيل مهمة أخرى

ملحوظة: التحديث الأخير لهذه الصفحة كان تحديثًا جزئيًا. لم نقم حتى الآن بإضافة معظم الدراسات الخاصة بالخرف والنمو والاعتلال العصبي والعديد من المجالات الأخرى. لم نقم أيضًا بإضافة معظم الدراسات في غسيل الكلى وعلاج أمراض القلب والأوعية الدموية ، حيث إن هذه الدراسات ذات صلة إلى حد كبير فقط بالمهنيين الطبيين ، وفي الوقت الحالي ، يمكن توجيه جهودنا نحو المزيد من المساعي القابلة للتطبيق بشكل مباشر.

ما هو L- كارنيتين؟

ل-كارنتين مركب ينتجه الجسم من ليسين وميثيونين. يمكن أسيتيله لإنتاج أسيتيل إل كارنيتين (ALCAR) ، وهو مشابه ولكنه يتجاوز الحاجز الدموي الدماغي بكفاءة أكبر. تشتهر L-Carnitine بمشاركتها في أكسدة الميتوكوندريا للأحماض الدهنية طويلة السلسلة.

يوجد في الطعام وينتشر أكثر في اللحوم ولحم البقر على وجه الخصوص.

ما هي فوائد L-carnitine؟

يبدو أن له فائدة كبيرة في أمراض الكبد حيث يقلل من مستويات الأمونيا ، وأعراض اعتلال الدماغ الكبدي ، وعلامات مختلفة لضعف وظائف الكبد. تم العثور على تحسن في جودة الحيوانات المنوية مع مكملات جرعات عالية ، وقد لوحظ تحسن في خصوبة الذكور في عدد قليل من الدراسات. يبدو أنه يساعد النساء المصابات بمتلازمة تكيس المبايض عن طريق تقليل بعض الأعراض ، ووجدت إحدى الدراسات زيادة في الخصوبة ، ولكن هناك حاجة إلى مزيد من البحث.

يظهر Acetyl-L-carnitine (وربما L-carnitine أيضًا ، لكن الدراسات تستخدم فقط ALCAR) فعالية في علاج الاكتئاب ، على الرغم من الحاجة إلى مزيد من البحث لتحديد مدى فائدته. يبدو أنه يقلل من التعب لدى كبار السن الذين يعانون من انخفاض القدرة على التحمل العضلي ، لكن آثاره على الرياضيين أثناء النشاط البدني ليست متسقة بشكل خاص ، على الرغم من أن الأبحاث تدعم التحسينات الصغيرة. قد يحد L-Carnitine بشكل طفيف من تلف العضلات أثناء ممارسة المقاومة.

يبدو أن لها تأثيرات مفيدة طفيفة على ضغط الدم ، وجلوكوز الدم ، وحساسية الأنسولين ، وملف الدهون ، والإجهاد التأكسدي ، والالتهاب. بشكل عام ، يبدو أنه مفيد في متلازمة التمثيل الغذائي ولكنه ليس الخيار الأول.

عندما يتعلق الأمر بحرق الدهون ، فإن الدراسات المنعزلة لا تظهر نتائج جيدة جدًا. وجدت بعض الدراسات فقدانًا طفيفًا للدهون ، والذي يُعزى عادةً إلى زيادة النشاط البدني بسبب زيادة مستويات الطاقة.

ما هي الآثار الجانبية والسلبيات لـ L-carnitine؟

لاحظت بعض الدراسات تأثيرًا ضارًا حميدًا لـ "الرائحة الفردية" ، والذي يقال أنه ناتج عن تكوين ثلاثي ميثيل أمين حدث عند تواتر 4٪.

هل يساعد L-carnitine في إنقاص الوزن؟

ربما فقط إذا كان ذلك يساعد على تقليل التعب ويؤدي ذلك إلى زيادة النشاط البدني. من المحتمل أن يؤدي انخفاض مستويات الكارنيتين إلى ضعف أكسدة الأحماض الدهنية ، ولكن بالنسبة لمعظم الناس ، لا توجد زيادة ملحوظة في أكسدة الأحماض الدهنية عند تناول الكارنيتين.


استقلاب الدهون: 5 دورات (مع رسم بياني)

تلقي هذه المقالة الضوء على المسارات / الدورات الرئيسية الخمسة لاستقلاب الدهون.

المسارات / الدورات الخمسة لاستقلاب الدهون هي: (1) أكسدة الأحماض الدهنية (2) التخليق الحيوي للأحماض الدهنية (3) استقلاب الكوليسترول (4) التخليق الحيوي للكوليسترول و (5) تدهور الكوليسترول.

الدهون لا غنى عنها لبنية الخلية ووظيفتها. بسبب طبيعتها الكارهة للماء وغير القطبية ، تختلف الدهون عن باقي مركبات الجسم وهي فريدة من نوعها في عملها.

يتم وصف المسارات / الدورات الهامة لاستقلاب الدهون بإيجاز:

دورة # 1. أكسدة الأحماض الدهنية:

تتأكسد الأحماض الدهنية في الجسم عن طريق الأكسدة p. يمكن تعريف β-Oxidation بأنه أكسدة الأحماض الدهنية على ذرة p-carbon. ينتج عن هذا الإزالة المتسلسلة لجزئين من الكربون ، أسيتيل CoA (الشكل 67.10).

أكسدة الأحماض الدهنية - المراحل والأنسجة:

تتضمن أكسدة الأحماض الدهنية بيتا ثلاث مراحل

أولا تفعيل الأحماض الدهنية التي تحدث في العصارة الخلوية

ثانيًا. نقل الأحماض الدهنية إلى الميتوكوندريا

ثالثا. أكسدة P المناسبة في مصفوفة الميتوكوندريا.

تتأكسد الأحماض الدهنية بواسطة معظم أنسجة الجسم. ومع ذلك ، لا يمكن للدماغ وكريات الدم الحمراء والنخاع الكظري استخدام الأحماض الدهنية لاحتياجات الطاقة.

دورة # 2. التخليق الحيوي للأحماض الدهنية:

الكربوهيدرات الغذائية والأحماض الأمينية ، عند تناولها بكميات زائدة ، يمكن تحويلها إلى أحماض دهنية وتخزينها على هيئة ثلاثي الجلسرين. يحدث تخليق دي نوفو (الجديد) للأحماض الدهنية في الغالب في الكبد والكلى والأنسجة الدهنية والغدد الثديية المرضعة.

توجد آلية الإنزيم لإنتاج الأحماض الدهنية في الجزء الخلوي الخلوي للخلية. Acetyl CoA هو مصدر ذرات الكربون بينما يوفر NADPH مكافئات الاختزال بينما يوفر ATP الطاقة لتكوين الأحماض الدهنية.

يمكن تعلم تركيب الأحماض الدهنية على مرحلتين:

I. تحويل الأسيتيل CoA إلى malonyl CoA.

ثانيًا. تفاعلات مركب سينثيز الأحماض الدهنية.

I. تشكيل malonyl CoA:

يتم تحويل Acetyl CoA إلى كربوكسيل إلى malonyl CoA بواسطة إنزيم acetyl CoA carboxylase. هذا تفاعل يعتمد على ATP ويتطلب البيوتين لـ CO2 تثبيت. Acetyl CoA carboxylase هو إنزيم تنظيمي في تخليق الأحماض الدهنية.

ثانيًا. تفاعلات مركب سينثيز الأحماض الدهنية:

يتم تحفيز التفاعلات المتبقية لتخليق الأحماض الدهنية بواسطة إنزيم متعدد الوظائف يعرف بمركب سينثيز الأحماض الدهنية (FAS). في الخلايا حقيقية النواة ، بما في ذلك الإنسان ، يوجد سينسيز الأحماض الدهنية كثنائي مع وحدتين متطابقتين. يمتلك كل مونومر أنشطة سبعة إنزيمات مختلفة وبروتين حامل أسيل (ACP) مرتبط بـ 4 & # 8242-فوسفوبانتيثين.

يعمل تصنيع الأحماض الدهنية كوحدة واحدة تحفز جميع التفاعلات السبعة. يؤدي تفكك مركب synthase إلى فقدان أنشطة الإنزيم. يوضح الشكل 67.11 تسلسل التفاعلات للتخليق الإضافي للميتوكوندريا للأحماض الدهنية (بالميتات) ، كما هو موضح أدناه

1. يتم نقل جزأين من الكربون من أسيتيل CoA إلى ACP من سينثيز الأحماض الدهنية ، ويتم تحفيزهما بواسطة إنزيم acetyl CoA-ACP transacylase. ثم يتم نقل وحدة الأسيتيل من ACP إلى بقايا السيستين من الإنزيم. وبالتالي فإن موقع ACP يصبح شاغرًا.

2. ينقل إنزيم malonyl CoA-ACP transacylase malonate من malonyl CoA لربطه بـ ACP.

3. يتم نقل وحدة الأسيتيل الملحقة بالسيستين إلى مجموعة malonyl (المرتبطة بـ ACP). جزء malonyl يفقد ثاني أكسيد الكربون2 الذي تمت إضافته بواسطة acetyl CoA carboxylase. وهكذا ، CO2 لم يتم دمجها في سلسلة الكربون الأحماض الدهنية.

4. β-Ketoacyl ACP reductase يقلل من مجموعة ketoacyl إلى مجموعة hydroxyacyl. يتم توفير معادلات الاختزال بواسطة NADPH (من تحويلة HMP).

5. β-Hydroxyacyl ACP يخضع للجفاف. يتم التخلص من جزيء الماء ويتم إدخال رابطة مزدوجة بين α و كربون.

6. يحدث اختزال ثان يعتمد على NADPH ، يتم تحفيزه بواسطة اختزال enoyl-ACP لإنتاج أسيل- ACP. الوحدة المكونة من أربعة كربون الملحقة بـ ACP هي مجموعة بوتيل.

يتم نقل سلسلة الكربون المرتبطة بـ ACP إلى بقايا السيستين وتتكرر التفاعلات 2-6 6 مرات أخرى. في كل مرة ، يتم إطالة سلسلة الأحماض الدهنية بوحدة ثنائية الكربون (يتم الحصول عليها من malonyl CoA). في نهاية 7 دورات ، يكون تخليق الأحماض الدهنية مكتملًا ويتم إنتاج حمض دهني مشبع بالكامل مكون من 16 كربون - أي بالميتات - مرتبط بـ ACP.

7. إنزيم ثيويستيراز بالميتويل يفصل البالميتات عن سينثيز الأحماض الدهنية. هذا يكمل تخليق بالميتات.

دورة # 3. استقلاب الكوليسترول:

يوجد الكوليسترول حصريًا في الحيوانات ومن ثم يُطلق عليه غالبًا اسم ستيرول حيواني. يبلغ إجمالي محتوى الكوليسترول في الجسم عند رجل بالغ يزن 70 كجم حوالي 140 جم ، أي حوالي 2 جم / كجم من وزن الجسم. الكوليسترول هو amphipathic بطبيعته ، لأنه يمتلك مناطق محبة للماء وكارهة للماء في الهيكل.

دورة # 4. التخليق الحيوي للكوليسترول:

يتم تصنيع حوالي 1 جرام من الكوليسترول يوميًا عند البالغين. تشارك جميع أنسجة الجسم تقريبًا في تخليق الكوليسترول. أكبر مساهمة هي الكبد (50٪) ، الأمعاء (15٪) ، الجلد ، قشرة الغدة الكظرية ، الأنسجة التناسلية ، إلخ.

تم العثور على الإنزيمات المشاركة في تخليق الكوليسترول في العصارة الخلوية والكسور الميكروسومية للخلية. يوفر أسيتات أسيتيل CoA جميع ذرات الكربون في الكوليسترول. يتم توفير مكافئات الاختزال بواسطة NADPH بينما يوفر ATP الطاقة. يوضح الشكل 67.12 العوامل الوسيطة الرئيسية لتكوين الكوليسترول.

دورة # 5. تدهور الكوليسترول:

لا يمكن أن تتحلل نواة الستيرويد (الهيكل الدائري) للكوليسترول إلى ثاني أكسيد الكربون2 و ح2يتم تحويل الكوليسترول O. (50٪) إلى أحماض صفراوية ، تفرز في البراز ، وهي بمثابة مقدمة لتخليق هرمونات الستيرويد ، وفيتامين د ، والكوبروستانول ، والكوليستانول. الأخيران هما الستيرولات البرازية ، إلى جانب الكوليسترول.


النتائج

تم التقاط أسيل كارنيتيني ثنائي الكربوكسيل ذو السلسلة الطويلة من البلازما وأسيل كارنيتينات طويلة السلسلة جدًا عن طريق قياس الطيف الكتلي الترادفي (الشكل 1). كما هو مبين في الجدول 2 ، أظهر تحليل أسيل كارنيتين في البلازما أن استرات الكارنيتين ثنائية الكربوكسيل طويلة السلسلة C16- (hexadecanedioyl-) و dicarboxylic C18- (octadecanedioyl-) قد زادت في المرضى الذين يعانون من PBD. أظهرت نتائج التحاليل في فحص بقع الدم لدى حديثي الولادة في أربعة من كل 10 مرضى مصابين بـ PBD نمطًا مشابهًا ، مع تشوهات أقل وضوحًا من البلازما. ومع ذلك ، في جميع عينات الدم ، كان واحد على الأقل من إسترات acylcarnitine غير الطبيعية أعلى من نطاق التحكم. أظهر التقييم الإحصائي أنه من خلال مقارنة مستويات هذه الأنواع من الأسيل كارنيتين في المرضى والضوابط ، كان لدى المرضى الذين يعانون من PBD مستويات أعلى بكثير من الضوابط ، سواء في البلازما أو في عينات الدم (الجدول 2).

ملف تعريف أسيل كارنيتين في البلازما تم الحصول عليه عن طريق تحليل TMS لمسح أيونات السلائف من m / z 85 من مريض مصاب بـ PBD (متلازمة زيلويغر). الجماهير على النحو التالي: المعيار الداخلي د3 بالميتويل كارنيتين (C16 ، M + 459.5) ، exadecanedioyl-carnitine (C16DC ، M + 542.6) ، octadecanedioyl-carnitine (C18DC ، M + 570.6) ، lignoceroyl-carnitine (C24 ، M + 568.626) ، سيروتين + 596.6)

بالإضافة إلى هذه التشوهات ، تم اكتشاف مركبين آخرين في بعض مرضى PBD. وفقًا للوزن الجزيئي باستخدام أيون السلائف للكتلة 85 m / z ، يمكن أن تتوافق مع dicarboxylyl C18: 1- أو monocarboxyl C24-carnitine (الكتلة 568) و dicarboxylyl C20: 1- أو monocarboxyl C26-carnitine (الكتلة 596) . لحل هذا السؤال ، أجرينا تجارب إضافية باستخدام التحليل المائي وتحليل GC / MS ، والتي أظهرت وجود الأحماض الدهنية C24- (lignoceric) و C26- (سيروتيك) ولكن ليس C18: 1 و C20: 1 الأحماض الدهنية كمكونات (الجدول) 2).

يختلف عن PBDs ، في البلازما والدم من المرضى الذين يعانون من نقص البروتين ثنائي الوظيفة ، وجدنا زيادة كبيرة في lignoceroyl- و cerotoyl-carnitine (الجدول 1). في جميع المرضى الثلاثة الذين يعانون من حثل الغدة الكظرية المرتبط بـ X ، كانت ملامح أسيل كارنيتين في البلازما طبيعية تمامًا.

المرضى الذين يعانون من عيوب الميتوكوندريا من الأحماض الدهنية طويلة السلسلة β- أكسدة (بمعنى آخر. أظهر نازعة هيدروجيناز 3-هيدروكسي أسيل- CoA طويل السلسلة ونقص نازعة هيدروجين أسيل- CoA طويل السلسلة جدًا أنواع أسيل كارنيتيني الخاصة بهما (8) ولكن لم يتم ملاحظة أي من تلك التي لوحظت في PBD. ومن المثير للاهتمام ، أنه في نقص CACT بالإضافة إلى استرات الكارنيتين أحادية الكربوكسيل C16 و C18 النموذجية ، تم أيضًا ارتفاع ثنائي الكربوكسيل المقابل C16- و C18-acylcarnitines مع ارتفاع lignoceroyl-carnitine (الجدول 2).

علاوة على ذلك ، كانت النسبة بين ثنائي كربوكسيليل السلسلة الطويلة وإستر أحادي الكربوكسيل-كارنيتين المقابل أعلى بشكل ملحوظ في PBDs عند مقارنتها باضطرابات أكسدة الأحماض الدهنية طويلة السلسلة في الميتوكوندريا. كانت النسبة بين hexadecanedioyl- و hexadecanoyl-carnitine 1.5 و 0.23 في PBDs عكس عيوب الميتوكوندريا في البلازما ، و 0.12 عكس 0.02 في الدم على التوالي. كانت النسبة بين octadecanedioyl- و octadecanoyl-carnitine 1.4 و 0.16 في PBDs عكس عيوب الميتوكوندريا في البلازما ، و 0.11 عكس 0.04 في الدم (القيم المتوسطة).

بسبب عدم وجود معايير أسيل كارنيتيني المُحلل تجاريًا لتحليل TMS ، كانت تجارب GC / MS ضرورية لتأكيد ارتفاع مركبات أسيل كارنيتين بعد التحلل المائي القلوي (الشكل 2). استند تحديد حمض octadecanedioic إلى جزء M-15 (443) ، وعلى الأيونات m / z 204 و 217 المميزة لمشتقات TMS ثنائية الكربوكسيل طويلة السلسلة (9) ، وعلى زمن الاحتفاظ عند 43 و 48 دقيقة ، على التوالي. .

تحليل البلازما GC / MS للأحماض الدهنية الكلية (التفاصيل) في مريض مصاب بـ PBD (متلازمة زيلويغر) بعد التحلل المائي القلوي الذي يظهر ذروتين ، وأطياف الكتلة الخاصة بهما ، المقابلة لحمض سداسي كانيديويك (C16 ثنائي الكربوكسيل) وحمض ثماني الكربوكسيل (C18 ثنائي الكربوكسيل) ).


أسئلة وأجوبة (FAQ)

من أجل المشاركة في أي عملية استقلابية ، يجب أولاً تنشيط الأحماض الدهنية. يتم تنشيطها من خلال الانضمام في ارتباط thioester (R-CO-SCoA) إلى مجموعة -SH من الإنزيم المساعد A. رابطة thioester هي رابطة عالية الطاقة. هذا على ما يبدو لأن تراكيب الرنين التي يمكن أن تحدث في الإسترات مع الكحول ، والتي تعمل على استقرارها ، لا يمكن أن تحدث في الثيويستر. إن الحجم الأكبر لذرة الكبريت (مقارنة بأكسجين الكربوكسيل) يقلل من ثبات أشكال الرنين. إذا كان للهيكل ثبات طنين أقل ، فإن الطاقة المنبعثة من التحلل المائي ستكون أكبر.

لماذا تعتبر بعض الأحماض الدهنية ضرورية؟

بعض الأحماض الدهنية من فئات أوميغا 3 وأوميغا 6 مطلوبة لتخليق البروستاجلاندين والمنظمات الفسيولوجية الأخرى. لا تستطيع أنظمتنا إدخال روابط مزدوجة في تلك المواقف بسبب خصوصية desaturases لدينا. وبالتالي ، يجب أن تأتي هذه الأحماض الدهنية من مصادر غذائية.

ما هي بنية الأحماض الدهنية؟

الأحماض الدهنية هي أحماض كربوكسيلية مرتبطة بسلاسل ألكيل. الأحماض الدهنية الشائعة في أنظمة الثدييات غير متفرعة ، وقد يكون لها رابط مزدوج واحد أو أكثر. هذه الروابط المزدوجة رابطة الدول المستقلة. الأحماض الدهنية متفرعة السلسلة والأحماض الدهنية التي تحتوي على أنظمة الحلقة الأليفاتية معروفة.

كيف يتم تسمية الأحماض الدهنية؟ كيف يتم تحديد موضع الرابطة المزدوجة؟ كيف يعمل نظام تسمية أوميغا؟

تسمى الأحماض الدهنية الأكثر وفرة بشكل عام بأسمائها الشائعة غير المنتظمة. سيتعلم الأشخاص الذين سيعملون مع هذه الأحماض الدهنية التسمية الشائعة سواء وافقوا عليها أم لا.

يتم دائمًا تحديد مواضع الروابط المزدوجة من خلال عدد الكربون المتضمن الأقرب إلى النقطة المرجعية. على سبيل المثال ، في نظام IUPAC ونظام اختصارات دلتا ، فإن النقطة المرجعية (المرقمة 1) هي الكربون الكربوكسيل. ومن ثم فإن الرابطة المزدوجة في الموضع 9 ، والتي هي نفس الرابطة المزدوجة 9 ، تكون بين 9-كربون و 10-كربون. في نظام أوميغا النقطة المرجعية هي الكربون الأخير في السلسلة ، الأبعد عن الكربون الكربوكسيل. رابطة أوميغا 3 المزدوجة (أوميغا ناقص 3) تنضم إلى الكربون الثالث من هذه النهاية إلى الكربون الرابع من تلك النهاية.

إلى أي طرف من الأحماض الدهنية النامية تضاف إليها وحدتا الكربون الجديدتان (من مجموعة malonyl)؟

حتى نهاية الكربوكسيل. حتى أن الأسيتيل CoA الذي بدأ العملية هو الأبعد عن مجموعة الكربوكسيل للحمض الدهني النهائي.

كيف يتم إطلاق الأحماض الدهنية من الأنسجة الدهنية؟

يتم إطلاق الأحماض الدهنية من الدهون عن طريق التحلل المائي من شكلها المخزن ، ثلاثي الجلسرين. يبدأ التحلل المائي عن طريق تنشيط إنزيم التحلل المائي ، الليباز الحساس للهرمون (HSL). HSL هو إنزيم فسفو-ديفوسفو نشط في شكل الفوسفو. يتم تحفيز فسفرة HSL بواسطة هرمونات الأدرينالين والنورادرينالين والكورتيزول و ACTH. ترتبط هذه الهرمونات بسطح الخلية الشحمية ، حيث تنشط adenyl cyclase ، وتبدأ سلسلة فسفرة نموذجية بوساطة c-AMP ، تنتهي بفسفرة HSL. بعد التحرر من الخلايا الشحمية ، يتم نقل الأحماض الدهنية غير المعالجة في الدم إلى ألبومين المصل إلى الأنسجة مثل الكبد والقلب والعضلات ، حيث يتم تناولها وأكسدتها.

كيف يتم تنشيط الأحماض الدهنية؟

يتم تنشيط الأحماض الدهنية بالتفاعل مع CoA لتكوين أسيل دهني CoA. يحدث التفاعل عادة في الشبكة الإندوبلازمية أو الغشاء الخارجي للميتوكوندريا. هذا هو تفاعل يتطلب ATP ، وينتج AMP و بيروفوسفات (PPأنا). إنزيمات مختلفة خاصة بالأحماض الدهنية ذات أطوال مختلفة من السلسلة. التحلل المائي اللاحق لـ PPأنا بواسطة بيروفوسفاتيز يوجه التنشيط إلى الاكتمال.

كيف يتم نقل مادة الأسيل الدهنية CoA من السيتوبلازم إلى الميتوكوندريا من أجل أكسدة بيتا؟

يتم تحويل أسيل CoA الدهني السيتوبلازمي إلى أسيل كارنيتين الدهني بواسطة كارنيتين أسيل ترانسفيراز (CAT I) ، وهو إنزيم من النشرة الداخلية لغشاء الميتوكوندريا الخارجي. ثم يتم نقل الكارنيتين الدهني بواسطة منفذ مضاد في مقابل الكارنيتين الحر إلى السطح الداخلي للغشاء الداخلي للميتوكوندريا. هناك كارنيتين أسيل ترانسفيراز II (CAT II) يعكس العملية ، وينتج الأسيل الدهني CoA والكارنيتين. آلية المكوك هذه مطلوبة فقط للأحماض الدهنية ذات السلسلة الطويلة. الأحماض الدهنية متوسطة وقصيرة السلسلة مستقلة عن الكارنيتين. يعبرون أغشية الميتوكوندريا ، ويتم تنشيطهم في الميتوكوندريا.

ما هي الاختلافات بين تخليق الأحماض الدهنية وأكسدة بيتا؟

العمليتان ظاهريا عكس كل منهما الأخرى. ومع ذلك ، هناك العديد من الاختلافات المهمة ، مما يسمح بالتحكم التفاضلي ، حيث يتم منع إحدى العمليات بينما يتم تحفيز الأخرى.

أين تصنع أجسام الكيتون؟ أين تستخدم؟ ما الذي يفسر هذا الاختلاف؟

يتم تصنيع أجسام الكيتون في ميتوكوندريا الكبد ، حيث يتم التعبير عن HMG CoA lyase. هذا هو الإنزيم الذي يشق HMG CoA ، مكونًا أسيتو أسيتات وأسيتيل CoA. (في الشبكة الإندوبلازمية للكبد ومعظم الخلايا الأخرى ، على النقيض من ذلك ، تم العثور على اختزال HMG CoA ، والذي يحول HMG CoA إلى ميفالونات ، وهي مقدمة للأيزوبرينويدات والمنشطات.)

تُستخدم أجسام الكيتون في معظم الأنسجة الهوائية ، وخاصة القلب والعضلات. الإنزيم الرئيسي لتنشيط acetoacetate هو إنزيم الميتوكوندريا ، succinyl CoA: 3-ketoacid CoA transferase. هذا الإنزيم غير موجود في الكبد. ومن ثم فإن الكبد هو مصدر صافي لأجسام الكيتون.


أكسدة الأحماض الدهنية (أكسدة بيتا للأحماض الدهنية) الرسوم المتحركة الكيمياء الحيوية & # 8211 Usmle الخطوة 1

في العصارة الخلوية ، يتم تحويل الأحماض الدهنية الحرة طويلة السلسلة إلى أسيل- CoA الدهنية بواسطة مركب أسيل CoA الدهني. تعمل هذه الخطوة على تنشيط الأحماض الدهنية للانتقال إلى الميتوكوندريا.
نظرًا لأن غشاء الميتوكوندريا الداخلي غير منفذ إلى CoA ، فإن نظام مكوك الكارنيتين مطلوب لنقل الأسيل الدهني CoA إلى مصفوفة الميتوكوندريا.

الخطوة 1:
الإنزيم: CAT-I ie carnitine acyl transferase I على الغشاء الخارجي للميتوكوندريا
التفاعل: أسيل-كوا الدهنية + كارنيتين & رار أسيل كارنيتين الدهني + مركب كوا
يبقى CoA في العصارة الخلوية ، ويمكن الآن أن يمر الأسيل كارنيتين الدهني عبر غشاء الميتوكوندريا الداخلي.

الخطوة 2:
إنزيم: CAT-II على السطح الداخلي للغشاء الداخلي للميتوكوندريا
التفاعل: أسيل كارنيتين الدهني + CoA الموجود بالفعل في مصفوفة الميتوكوندريا و rarr الدهني أسيل CoA + كارنيتين مجاني
يبقى حمض الأسيل الدهني CoA في مصفوفة الميتوكوندريا لمزيد من التمثيل الغذائي ، ويترك الكارنيتين المصفوفة لاستخدامها مرة أخرى في المكوك.
نقص الكارنتين و rarr يقلل من القدرة على استخدام الأحماض الدهنية طويلة السلسلة كمصدر للوقود. يمكن أن يكون بسبب عوامل بيئية (مثل سوء التغذية) أو عوامل وراثية (مثل نقص CAT-I).

الأعراض: آلام في العضلات وإرهاق بعد التمرين ، ومستويات الأحماض الدهنية الخالية من الدهون في الدم ، ونقص سكر الدم.

العلاج: نظام غذائي غني بالكربوهيدرات والأحماض الدهنية متوسطة وقصيرة السلسلة ، منخفض في الأحماض الدهنية طويلة السلسلة.

Malonyl-CoA ، وسيط في التخليق الحيوي للأحماض الدهنية ، يمنع نظام المكوك هذا لمنع الأحماض الدهنية المصنعة حديثًا من دخول مسار التحلل ، وبالتالي منع دورة التوليف غير المجدية.

تدخل الأحماض الدهنية متوسطة وقصيرة السلسلة مباشرة إلى مصفوفة الميتوكوندريا دون الحاجة إلى نقل خاص.

في مصفوفة الميتوكوندريا ، ينشط إنزيم أسيل- CoA الدهني الأحماض الدهنية قصيرة / متوسطة السلسلة لجزيئات أسيل- CoA الدهنية.

يعرض مع أعراض نقص السكر في الدم.
العلاج: تجنب الصيام لفترات طويلة ، وتناول الكربوهيدرات والبروتين ، وتناول الدهون.
داخل الميتوكوندريا ، تخضع أسيل CoA الدهنية مع عدد زوجي من الكربون لجولات متتالية من أكسدة بيتا ، مما ينتج عنه أسيتيل CoA ، و NADH & amp ؛ FADH2.
يدخل Acetyl-CoA في دورة حمض الستريك.
NADH و FADH

تستخدم في سلسلة نقل الإلكترون.
أكسدة الأحماض الدهنية التي تحتوي على عدد فردي من الكربون و rarr Acetyl-CoA و Propionyl-CoA
نظرًا لأن Propionyl-CoA & rarr Succinyl-CoA ، فهو الجزء الوحيد من الأحماض الدهنية التي تسبب الجلوكوز.
يحدث التولد الكيتون عندما يكون هناك معدل مرتفع من أكسدة الأحماض الدهنية التي تشكل Acetyl-CoA
عندما يكون الكبد مثقلًا بتكوين أجسام Acetyl-CoA و rarr ketone
جسمان الكيتون الرئيسيان هما أسيتو أسيتات وبيتا هيدروكسي بوتيرات
يخضع الأسيتو أسيتات لعملية نزع الكربوكسيل العفوية لتكوين الأسيتون

تُستخدم الكيتونات عمومًا بطريقتين:

1) يمكن للأنسجة خارج الكبد تحويل أجسام الكيتون و rarr Acetyl-CoA
2) نظرًا لأن أجسام الكيتون متقلبة ، يتم إخراجها بسهولة من الرئتين (ملاحظة: هذا هو السبب في أن مرضى السكر في DKA لديهم رائحة نفسية ورائحة)


تركيبات Acyl-CoA: امتصاص الأحماض الدهنية والقنوات الأيضية

تعتبر الآلية الجزيئية لامتصاص الأحماض الدهنية واستخدامها ذات أهمية طبية عالية في علاج السمنة والسكري وأمراض القلب والأوعية الدموية. تعتبر العمليات العصبية والهرمونات وعوامل النسخ منظمات رئيسية لهذه العمليات الأساسية بينما يتم ضبطها بدقة من خلال تعديل نشاط وكمية الإنزيمات. البروتينات المشاركة في امتصاص الأحماض الدهنية والتمثيل الغذائي هي أهداف صيدلانية مهمة. فقط البحث الأساسي على هذه الجزيئات سيؤدي إلى استراتيجيات جديدة للعلاج. من الناحية المفاهيمية ، يمكن تقسيم الاستخدام داخل الخلايا للأحماض الدهنية طويلة السلسلة إلى ثلاث خطوات: الامتصاص عبر غشاء البلازما ، والتنشيط عن طريق الأسترة باستخدام الإنزيم المساعد A ، والاستقلاب اللاحق. تنشط تركيبات acyl-CoA ذات السلسلة الطويلة (ACSLs) الأحماض الدهنية لعملية التمثيل الغذائي داخل الخلايا ولكنها تشارك أيضًا في تنظيم الامتصاص. المسارات السائدة للأحماض الدهنية هي تخزينها ، وتكوينها الحيوي الغشائي ، وتحويلها إلى طاقة. كيف يتم توجيه الأحماض الدهنية المنشطة نحو مسار أيضي معين ليست مفهومة جيدًا على المستوى الجزيئي. لقد أظهرنا سابقًا أن ACSL المترجمة إلى الشبكة الإندوبلازمية أو الميتوكوندريا يمكن أن تنظم مدى امتصاص الأحماض الدهنية. يتم التعبير عن العديد من قوائم ACSL المختلفة ذات السلسلة الطويلة في وقت واحد في نفس نوع الخلية ولكنها تختلف في توطينها دون الخلوي. تشير الفرضية التي طرحناها هنا إلى أن التنظيم المكاني لنشاط ACSL هو عامل رئيسي في توجيه الأحماض الدهنية نحو مصير أيضي معين.

هذه معاينة لمحتوى الاشتراك ، والوصول عبر مؤسستك.


الإنتاج الجهازي مقابل الإنتاج المحلي للأسيتات

نقترح أنه يمكن تمييز نوعين على الأقل من إنتاج أسيتات الثدييات ، أو تكوين الأسيتات ، نظاميًا ومحليًا. يحدث تكوين الأسيتات الجهازي في الأنسجة مثل الأمعاء (الناتج عن تخمر الألياف) والكبد أثناء الصيام ، حيث لا يتم استخدام الكثير من الأسيتات محليًا داخل الأنسجة الأصلية ، ولكن بدلاً من ذلك يتم إطلاقها في الدورة الدموية لاستخدامها في الأنسجة الأخرى . إنتاج الأسيتات الجهازي والاستخدام اللاحق خاصان بالأنسجة. في المقابل ، ينتج إنتاج الأسيتات المحلي عن تفاعلات نزع الأسيتيل داخل الخلايا الموجهة ضد المستقلبات والبروتينات الأسيتيل. يمكن إعادة تحويل هذه الأسيتات إلى أسيتيل CoA وإعادة استخدامها محليًا في جميع الأنسجة. يحمل التولد الجهازي العديد من أوجه التشابه مع التولد الكيتون ، في حين يوفر التولد المحلي للأسيتات وسيلة لإعادة التدوير واستخدام الأسيتات المشتقة من جميع تفاعلات نزع الأسيتات. في حين أن مصطلح تكوين الأسيتات غالبًا ما يستخدم للإشارة إلى التوليد الميكروبي للأسيتات عبر مسار Wood-Ljungdahl (Ragsdale and Pierce ، 2008) ، فإن إنتاج الأسيتات من خلال مجموعة متنوعة من المسارات الكيميائية الحيوية هو أيضًا سمة مميزة لعملية التمثيل الغذائي للفقاريات (الشكل 3).

الشكل 3. تخطيطي مبسط للمسارات المتميزة لجسم الكيتون وتخليق الأسيتات في الميتوكوندريا الكبدية. في البشر ، يوفر الإنتاج الكبدي وإطلاق الأسيتات كمية كبيرة من مستويات الأسيتات الموجودة في الدم في ظل ظروف الكيتون. يتم تحويل Triacylglycerols المخزنة في قطرات شحوم الكبد ، أو التي تأتي إلى الكبد من الدورة الدموية ، إلى أحماض دهنية ، ثم يتم امتصاصها بواسطة الميتوكوندريا وتحويلها إلى acetyl-CoA من خلال الأحماض الدهنية والأكسدة # x03B2. يمكن استخدام أسيتيل CoA المنتج في الميتوكوندريا لتجميع أجسام الكيتون (تكوين الكيتون ، انظر الجدول 2 للإنزيمات المعنية) ، أو يمكن استخدامها لإنتاج السترات التي يتم تصديرها إلى السيتوبلازم. يتم إعادة تحويل السترات السيتوبلازمية إلى acetyl-CoA بواسطة ATP-citrate lyase (ACLY) ، ويمكن بعد ذلك تحلل أسيتيل CoA لتحرير الأسيتات بواسطة acylthioesterase-12 السيتوبلازمي (ACOT12). يمكن أيضًا نقل الأسيتات من الميتوكوندريا مثل acetyl-L-carnitine عبر عمل إنزيم كارنيتين أسيتيل ترانسفيراز القابل للعكس (CrAT). عندما تكون الطاقة مطلوبة ، يمكن استيراد أسيتيل إل كارنيتين من السيتوبلازم وإعادة تحويله إلى أسيتيل CoA. يمكن لأسيتات السيتوبلازم الوصول إلى مصفوفة الميتوكوندريا عندما تكون في شكل بروتوني (HAc انظر الشكل الداخلي). يمكن أن يحول PDH و keto-acid dehydrogenases وأنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) البيروفات إلى أسيتات (Liu et al. ، 2018). آلية نقل جسم الكيتون خارج مصفوفة الميتوكوندريا غير معروفة حاليًا. من غير المعروف أيضًا ما إذا كان يمكن نقل الأسيتات من المصفوفة بواسطة إحدى ناقلات الميتوكوندريا. يتم بعد ذلك إطلاق أجسام الكيتون والأسيتات الناتجة عن أسيتيل CoA في خلايا الكبد إلى الدورة الدموية لاستخدامها في الأنسجة الأخرى. (1) ، كارنيتين-أسيل كارنيتين ترانسيلوكاز (CACT SLC25A20) (2) ، ناقل بيروفات الميتوكوندريا (MPC1 و 2) (3) ، ناقل سيترات (CIC SLC25A1) ACOT12 ، أسيل- CoA thioesterase-12 CrAT ، كارنيتين أسيتيل سيتوبراز سيتوبراز ، mtrx الفضاء بين الغشاء ، مصفوفة الميتوكوندريا PDH ، مركب نازعة هيدروجين البيروفات.

في البشر غير الصائمين ، المصدر الأساسي لأسيتيل CoA في العديد من أنواع الخلايا هو الجلوكوز ، والذي يتم تحويله إلى بيروفات من خلال تحلل السكر. ثم يتم تناول البيروفات بواسطة الميتوكوندريا وتحويلها إلى acetyl-CoA عن طريق عمل مركب نازعة هيدروجين البيروفات. يدخل Mitochondrial acetyl-CoA في دورة حمض الستريك عن طريق الدمج مع oxaloacetate لتكوين سترات من خلال عمل سينسيز السترات (CS EC 2.3.3.1). يتم تصدير أي سترات يتم إنتاجها بما يزيد عن متطلبات الطاقة الخلوية الحالية إلى السيتوبلازم (الشكل 4). أصبح نقل العديد من المستقلبات داخل وخارج الميتوكوندريا ممكنًا بواسطة أعضاء عائلة حاملة الميتوكوندريا لبروتينات الغشاء ، والمعروفة أيضًا باسم عائلة بروتين SCL25 (تمت مراجعتها في Palmieri ، 2014 Palmieri and Monne ، 2016). تضم عائلة ناقل SLC25 53 عضوًا معروفًا مما يجعلها أكبر مجموعة ناقلة للمواد المذابة في البشر (Ruprecht and Kunji ، 2020). من المعروف أن عشرين فصيلة فرعية من ناقلات SCL25 يتم التعبير عنها في حقيقيات النوى ، ويمكن تقسيمها وظيفيًا إلى 4 مجموعات ناقلة عامة لـ (1) أحماض أمينية ، (2) نيوكليوتيدات ودينوكليوتيدات ، (3) كربوكسيلات ، و (4) أخرى المستقلبات مثل كارنيتين وأسيل كارنيتين. يتم تصدير سترات داخل الميتوكوندريا عبر أحد ناقلات SLC25 المعروفة باسم ناقل سيترات الميتوكوندريا (جين CIC SLC25A1) ، الذي يستبدل سيترات داخل الميتوكوندريا أو isocitrate لمالات خارج الميتوكوندريا.

الشكل 4. استقلاب الكربون المركزي والمصادر الرئيسية لأسيتيل CoA. تشمل المدخلات الرئيسية لتخليق أسيتيل CoA الجلوكوز (عن طريق تحلل السكر) والأحماض الدهنية (عن طريق أكسدة بيتا). يتم إنتاج Acetyl-CoA أيضًا عن طريق إدخال الأحماض الأمينية في دورة حمض الستريك (الغلوتامات الموضحة كمثال). لا يمكن نقل Acetyl-CoA من مصفوفة الميتوكوندريا إلى السيتوبلازم ، وبالتالي يتم تحويله إلى سترات. يمكن استخدام السترات لاشتقاق الطاقة في دورة حمض الستريك ، أو يمكن تصديرها إلى السيتوبلازم عبر حامل السترات (CIC SLC25A1). ACLY ، ATP سترات لياز ALC ، أسيتيل- L- كارنيتين CACT ، كارنيتين-أسيل كارنيتين ترانسيلوكاز (SLC25A20) CIC ، ناقل سيترات CS ، سيترات سينسيز CrAT ، كارنيتين أسيتيل ترانسفيراز GDH ، نازعة هيدروجين الغلوتامات MPC ، ميتوكوندريا ديهيدروجينيز.

ومع ذلك ، لا توجد ناقلات معروفة لأجسام الأسيتات أو الكيتون في الميتوكوندريا (Puchalska and Crawford ، 2017). يُعتقد أن الأسيتات تكتسب الدخول إلى مصفوفة الميتوكوندريا من السيتوبلازم دون الحاجة إلى ناقلات الغشاء (Arduini and Zammit ، 2017). تشير الدلائل إلى أن الأسيتات تدخل الميتوكوندريا عن طريق الانتشار في الشكل غير المتأين: حمض الأسيتيك (برناردي ، 1999). هناك اختلافات كبيرة في درجة الحموضة بين السيتوبلازم الخلوي ، والفضاء بين الغشاء الميتوكوندريا ومصفوفة الميتوكوندريا (الشكل الداخلي 3). تعمل مضخات البروتون في الغشاء الداخلي للميتوكوندريا على إخراج H + ، مما يؤدي إلى زيادة الرقم الهيدروجيني للمصفوفة إلى ما يقرب من 7.7 ، مع تقليل درجة الحموضة في الفضاء بين الغشاء إلى حوالي 6.8. يساهم الرقم الهيدروجيني للمصفوفة في القوة الدافعة للبروتون (Nicholls ، 1974) والتغيرات بناءً على توفر الجلوكوز (Akhmedov et al. ، 2010). يقود تدرج الأس الهيدروجيني تدفق ركائز التمثيل الغذائي وقد لوحظ أنه يتقلب بسرعة باستخدام الأصباغ الحساسة للأس الهيدروجيني (Santo-Domingo and Demaurex ، 2012). تعتمد نسبة الأسيتات المشحونة (Ac & # x2013) إلى حمض الأسيتيك غير المشحون (HAc) على الرقم الهيدروجيني ، وسيكون المزيد من حمض الأسيتيك موجودًا في الفضاء بين الغشاء (الرقم الهيدروجيني 6.8) مقارنة بالمصفوفة (الرقم الهيدروجيني 7.7) مما يؤدي إلى إنشاء تدرج تفضل الاستيراد في المصفوفة. ومع ذلك ، فإن المدى الذي يمكن أن يتم فيه تصدير أنيون الأسيتات (Ac & # x2013) من مصفوفة الميتوكوندريا عبر الناقلات هو جانب غير مدروس جيدًا لوظيفة الميتوكوندريا. تم الحصول على نتائج رائعة باستخدام الرنين المغناطيسي النووي في الوقت الحقيقي للميتوكوندريا المعزولة النقية من خط خلية سرطان القولون البشري (HCT116). إضافة 3 مم 13 ج3نتج عن البيروفات المسمى تكوين أسيتات وأسيتيل CoA وأسيتيل فوسفات (Xu et al. ، 2018). كان تكوين الأسيتيل-فوسفات عابرًا ، مما يشير إلى أنه كان وسيطًا يمكن أن يكون مسؤولًا جزئيًا عن الزيادة المطردة في إنتاج الأسيتات التي لوحظت بعد إضافة البيروفات. من الواضح أن الأسيتات تُنتج في الميتوكوندريا ، لكن مدى وآلية نقلها إلى السيتوبلازم ، تظل غير مؤكدة.

إنتاج الأسيتات الجهازي

أشارت الأبحاث المبكرة في إنتاج وإطلاق الأسيتات من كبد الفئران والأغنام إلى أن الإطلاق حدث عندما تم تقييد نشاط دورة حمض الستريك ، وأن وظيفة إنتاج الأسيتات هي إعادة توزيع الركيزة القابلة للأكسدة في جميع أنحاء الجسم. لاحظ المؤلفون أن هذه الوظيفة كانت مماثلة لتلك التي تخدمها أجسام الكيتون (نولز وآخرون ، 1974). في البشر غير الصائمين ، تكون مستويات أسيتات البلازما منخفضة نسبيًا ، عادةً ما بين 100 و 200 ميكرومولار. في البشر الصائمين ، يمثل الأسيتات حوالي 5 ٪ من معدل دوران الأحماض الدهنية الحرة (Seufert et al. ، 1984). ومن المثير للاهتمام ، أن مستويات خلات البلازما أعلى لدى الشباب (متوسط ​​170 ميكرومولار) مقارنة بالبالغين الذين تتراوح أعمارهم بين 40 و 57 (متوسط ​​130 ميكرومولار). علاوة على ذلك ، أدى 90 ٪ من معدل دوران الأسيتات في كلا المجموعتين العمريتين إلى ثاني أكسيد الكربون2 الإنتاج ، مما يشير إلى الأكسدة لاشتقاق الطاقة (Skutches وآخرون ، 1979). إطلاق واستخدام الأسيتات خاصة بالأنسجة. تحت ظروف الكيتون ، يكون الكبد والكلى والأمعاء منتجين صافين للأسيتات الحرة ، في حين أن القلب والعضلات الهيكلية والأنسجة الدهنية البنية هي من الاستخدامات الرئيسية (Yamashita et al. ، 2001 Kondo et al. ، 2009 Sakakibara et al. ، 2009). In contrast to the more distributed production of free acetate, ketone bodies are produced predominantly in the liver, although some ketogenesis may also occur in the kidney (Nakatani et al., 1996 Nakatani et al., 1999). Early studies by Seufert and colleagues into the release of ketone bodies and acetate from isolated rat livers showed that in normal rats fed بالشهرة الإعلانية the ratio of ketone bodies (acetoacetate plus β-hydroxybutyrate) to acetate ranged from 1.6 to 4 (Seufert et al., 1974). In the same study, hexanoate infusion through the portal vein (1 millimole per hour) increased the production of both acetate and ketone bodies several fold. Ketone body output increased from 95 to 850 nmoles/gm/min (over nine-fold increase). Acetate output increased from 29 to 140 nmoles/gm/min, which represents a 3.6-fold increase. Seufert and colleagues also found that the livers of alloxan-diabetic rats produced substantially more ketone bodies and acetate than did control rats before and during hexanoate infusion (Seufert et al., 1974). Additional studies in rats showed that isolated hepatocytes released substantial amounts of free acetate as a result of peroxisomal acetyl-CoA production when the hepatocytes were incubated with various oxidizable fatty acids (Leighton et al., 1989). Dietary addition of benzafibrate, to induce peroxisome proliferation, resulted in a six-fold increase in acetate release when lauric acid was provided as substrate. These findings indicate that in rats, peroxisomes are a significant site of free acetate production in the liver. However, the finding of acetate production and release by peroxisomes may not hold true for some other species, including humans.

Similar studies done in rats by Yamashita and coworkers using cannulation of the hepatic vein and portal vein showed that infusion of the short-chain (4 carbon) fatty acid butyrate resulted in more acetoacetate production than β-hydroxybutyrate (Yamashita et al., 2001). Infusion of longer chain fatty acids shifted the ratio in favor of β-hydroxybutyrate, wherein the ratio (β-hydroxybutyrate to acetoacetate) changed from 0.49 with butyrate infusion, to 4.45 with palmitate (C16) infusion. The studies by Yamashita et al. also provided ketone body and acetate production rates for whole perfused rat livers after 24 h of fasting. With butyrate infusion, the synthesis rates were 4.00 μmoles/min/liver for β-hydroxybutyrate, 8.20 μmoles/min/liver for acetoacetate, and 1.07 μmoles/min/liver for acetate. Upon palmitate infusion, the production rates were 10.03 μmoles/min/liver for β-hydroxybutyrate, 2.27 μmoles/min/liver for acetoacetate, and 2.63 μmoles/min/liver acetate. These results showed that with C16 fatty acid infusion the production rate for acetate exceeded that of acetoacetate, indicating the important role of acetate in redistributing oxidizable carbon sources coming from longer chain fatty acids.

Yamashita and coworkers further showed that livers co-produce acetate along with ketone bodies as products of β-oxidation, and that the acetate was not oxidized in the liver, but was oxidized in heart mitochondria (Yamashita et al., 2001). They showed that the acetate was produced from acetyl-CoA by the action of acetyl-CoA hydrolase, which was inhibited by CoA and activated by NADH. They concluded that acetate production is stimulated under ketogenic conditions by the low intramitochondrial level of free CoA, and the high level of NADH, both of which result from β-oxidation of fatty acids and the production of acetyl-CoA. It was estimated that acetate metabolism provides 8�% of energy expenditure in dogs (Pouteau et al., 1998). Using radiolabeled acetate infusion, Pouteau and coworkers estimated that between 6 and 7% of basal energy expenditure was supplied by acetate in humans (Pouteau et al., 1996). In a pioneering study, Pouteau et al. used 13 C-labeled short-chain fatty acids (less than 6 carbon atoms) in conjunction with gas chromatography/mass spectrometry to determine plasma concentrations and turnover rates for acetate, propionate and butyrate in human volunteers fasted overnight (Pouteau et al., 2001). This method yielded plasma concentrations of 181 + 28 μM acetate, 4.9 + 0.4 μM propionate, and 1.3 + 0.3 μM butyrate. Turnover rates were very low for propionate and butyrate, indicating that they are not oxidized extensively for energy derivation, whereas the turnover rate for acetate was 9.1 + 1.0 μmole/kg/min. The acetate turnover rate in rats was found to be approximately double the rate measured in humans. These findings again highlight not just species specific differences in acetate metabolism, but also that acetate is a significant redistributable carbon source in humans.

In further studies in humans, Pouteau and colleagues calculated rates of acetate production from gut fermentation vs. internal metabolism. The internal metabolic turnover rate was found to be a relatively constant 6 + 0.7 micromoles/kg/min, whereas that derived from gut fermentation after lactulose intake (lactulose is a synthetic non-digestible carbohydrate) reached a peak value of 3.2 + 0.4 micromoles/kg/min. They inferred that circulating acetate was therefore derived from two general sources exogenous acetate from fermentation in the gut, and endogenous acetate arising from internal metabolism and turnover, with the endogenous source being the predominant one (Pouteau et al., 2003). As such, fermentation of MACs in the gut caused peaks in circulating acetate that were overlaid on a larger, more steady background rate. The importance of these findings lies in the fact that the bulk of circulating acetate can be derived from any food source that generates acetyl-CoA, not just from gut fermentation.

Systemic acetate production and utilization is an example of inter-organ metabolite exchange. Metabolite exchange between organ systems couples producer tissues with utilizer tissues. One of the major functions of the liver is as a producer of metabolites, vitamins, cofactors, amino acids, and glucose, which are released to the circulation for use in target tissues throughout the body. A classic example is the Cori cycle, in which lactate produced in muscles is transported to the liver where it is converted to pyruvate and then glucose, to be released back to the circulation (Katz and Tayek, 1998). Acetate and ketone bodies are also major players in this inter-organ exchange system. Recent studies by Jang and colleagues looked at metabolite exchange between organ systems by comparing metabolite concentrations in arterial blood vs. the venous blood draining from the various organs (Jang et al., 2019). Using anesthetized pigs, they identified 280 metabolites, with 91% of them showing statistically significant arteriovenous concentration differences for at least one organ system. Acetate was one of the metabolites identified, and in overnight fasted pigs, the major producers of acetate (higher acetate in venous blood) were the portal vein, colon, and head (brain). Organ systems that were net utilizers of acetate included the liver, spleen, kidney and leg (muscle).

The observation of acetate release from the head (carotid artery vs. jugular vein) is interesting and implies that the brain releases significant levels of acetate. However, the brain is also known to take up acetate efficiently from the bloodstream. In rats, the brain has been shown to take up and oxidize exogenously administered free acetate (Deelchand et al., 2009), and brain stimulation in awake rats increases acetate uptake and utilization (Cruz et al., 2005 Dienel and Cruz, 2006). Rowlands et al. (2017) found that acetate metabolism in the guinea pig brain includes both oxidation and incorporation into neurotransmitters such as glutamate and GABA. Acetate uptake and release has also been studied in humans. Using 13 C-labeled acetate, Mittendorfer and colleagues showed that acetate was simultaneously produced by and released by the leg and splanchnic region, as well as in the whole body (Mittendorfer et al., 1998). Labeled carbon recovery in CO2 was almost identical in all three sampled regions, with values between 37 and 38% recovery. These findings highlight the dynamic nature of acetate redistribution, which is tied to shifting dietary and physiological conditions. For example, alcohol is converted to acetate in two enzymatic steps, and alcohol consumption increases acetate uptake in the human brain in a dose-dependent manner (Jiang et al., 2013 Volkow et al., 2013). This is in agreement with earlier findings that certain tissues take up and utilize acetate when blood levels are high, and tend to release acetate when blood levels are low (Mittendorfer et al., 1998). It will be very instructive for future studies to compare acetate redistribution between tissues in humans and other species, under different physiological and dietary conditions.

Whether a metabolite shows net uptake or net release from a particular tissue is a matter of several factors including plasma concentration, current synthesis and utilization rates, storage capacity and the localization and activity of suitable transporters within the tissue. For acetate, these factors can change in differing tissues depending on diet and nutrition, alcohol consumption, exercise, circadian cycle, injury or infection, fasting, etc. Clearly, sources and sinks for systemic acetate will shift as physiological conditions change over time.

Systemic Acetate Derived From Pre-existing Acetyl-CoA

Free acetate can be generated from a number of sources, with the major source being acetyl-CoA via the action of enzymes that have traditionally been referred to as acetyl-CoA hydrolases (EC 3.1.2.1). The major acetyl-CoA hydrolase is a cytoplasmic enzyme (Suematsu and Isohashi, 2006) involved in the generation and release of free acetate from the liver under ketogenic conditions. A newer nomenclature has been proposed for acyl-CoA hydrolase enzymes by Hunt and colleagues grouping them with acyl-CoA thioesterases, or ACOTs (Hunt et al., 2005). Under this newer designation system, the preferred nomenclature for the cytoplasmic form of acetyl-CoA hydrolase 1 is acyl-CoA thioesterase 12 (ACOT12). This form is responsible for the bulk of acetyl-CoA hydrolysis in cells.

The ACOTs liberate various chain length fatty acids from their CoA thioesters, and are critical enzymes involved in mobilizing fat reserves during starvation (Tillander et al., 2017). Suematsu and coworkers have cloned and sequenced the ACOT12 gene from human liver and found that the gene encoded a 555 amino acid protein that was 81.4 and 78.7% identical to those of the mouse and rat, respectively (Suematsu et al., 2001, 2002 Suematsu and Isohashi, 2006). Western blotting and enzyme activity assays showed ACOT12 is preferentially localized in the cytosol in rats, but that a small proportion of the enzyme was also present in peroxisomes (Nakanishi et al., 1994). The enzyme contains a steroidogenic acute regulatory protein-related lipid transfer domain (START) at the C-terminus that downregulates activity via lipid binding (Horibata et al., 2013). Westin and colleagues showed that, in the mouse, ACOT12 is expressed at very high levels in the liver, kidney and proximal intestine epithelium (Westin et al., 2008). ACOT12 is primarily localized in the cytoplasm of hepatocytes indicating that the primary action is on cytoplasmic acetyl-CoA (Hunt et al., 2014). The β-oxidation of fatty acids acts to maintain acetyl-CoA supplies during fasting or starvation, and ACOT12 acts to help regulate cytosolic acetyl-CoA levels in hepatocytes. As such, ACOT12 generates free acetate for release to the circulation under ketogenic conditions, as is the case with ketone bodies. But the extent of the acetate exchange between different tissues, and between cells within a tissue, will vary between species. Numerous factors lead to substantial species-specific differences in acetate metabolism, including gut anatomy and microbiota, as well as the tissue distribution and subcellular localization of relevant enzymes and transport systems.

Additional routes to acetate formation have been elucidated. Studies by Liu and colleagues have shown that pyruvate dehydrogenase, the enzyme that converts pyruvate to acetyl-CoA, can also convert pyruvate directly to acetate (Liu et al., 2018). Further, they showed that reactive oxygen species, such as hydrogen peroxide, can convert pyruvate to acetate (see Figure 4). In an intriguing set of experiments, Liu et al. co-cultured acetate producing cells with ACLY deficient cells that require external acetate for viability. The acetate producing and acetate requiring cells were separated by a membrane that allowed small molecule diffusion. They showed that the acetate requiring cells were rescued by acetate released from the co-cultured acetate-producing cells, demonstrating intercellular acetate exchange directly.

Recently, fructose has been shown to be another important source of acetate production from gut microbiota. Zhao and colleagues have shown that when large amounts of fructose are consumed in mice that not all of it is taken up in the small intestine, but rather, some passes on to the colon where it is fermented into short-chain fatty acids, especially acetate (Zhao et al., 2020). Acetate levels in the portal vein doubled 60 to 90 min after fructose gavage, indicating that when dietary fructose intake is high, the increase in microbial generated acetate becomes substantial.

In sum, the major sources of systemic acetate are diet, gut fermentation and the hydrolysis of existing acetyl-CoA in certain tissues when fatty acid beta oxidation leads to acetyl-CoA generation in those tissues. In contrast to systemic acetate, locally-derived acetate is generated from an incredibly wide array of molecular sources. Local acetate production will be discussed in more detail in Sections “Local Acetate Production From Acetylated Proteins” and “Local Acetate Production From Acetylated Metabolites” below, and in part 2 of this review.

Regulation of Acetogenesis and Ketogenesis

The degree to which systemic acetate production is metabolically important is species specific (Adams et al., 1997). This is due to differences in digestive system anatomy, unique microbiomes and distinct enzyme expression in the gut and liver. Hepatic acetate production and release are regulated in part by β-oxidation of fatty acids in hepatocyte mitochondria, which decreases CoA levels, and increases both acetyl-CoA and NADH, which act to increase acetyl-CoA hydrolysis by ACOT12 (Yamashita et al., 2001). Starvation has been shown to increase ACOT12 activity in the liver of rats (Matsunaga et al., 1985). Lipid signaling agents such as phosphatidic acid inhibit ACOT12 activity, and insulin acts to reduce ACOT12 mRNA and protein levels (Horibata et al., 2013). In contrast, ACOT12 activity in the liver is strongly upregulated by ATP, and is inhibited by ADP (Swarbrick et al., 2014). Therefore ACOT12 acts as a major source of hepatic acetyl-CoA hydrolysis and acetate production during lipid β-oxidation when ATP and acetyl-CoA levels are sufficient. Using hepatocellular carcinoma cells, Lu et al. showed that ACOT12 regulates both acetyl-CoA levels and histone acetylation (Lu et al., 2019). They found that as ACOT12 activity was reduced, acetyl-CoA levels and histone acetylation were increased, indicating the important roles of ACOT12 in regulating acetyl-CoA levels, as well as the generation of acetate.

Regulation Through PPAR

A major control point for ketogenesis is through the action of peroxisome proliferator-activated receptors (PPAR), which are transcription factors involved in the maintenance of energy homeostasis. There are three subtypes of PPAR (α, β/δ, and γ) with distinct but cooperative roles in regulating the metabolic transition to fasting (Dubois et al., 2017). All PPARs are involved in fat metabolism. PPARγ is expressed in white adipose tissue where it stimulates lipogenesis by up-regulating target genes such as fatty acid binding protein 4 and lipoprotein lipase (Patsouris et al., 2006). In contrast, PPARα activates genes associated with the mobilization of fat stores, oxidation of fatty acids, and generation of the end products of fatty acid catabolism including ketone bodies and acetate (Kersten et al., 1999). PPARα is expressed in tissues that are active in fatty acid oxidation including the liver, brown adipose tissue, heart and skeletal muscle (Kliewer et al., 1994 Lemberger et al., 1996). PPARα is activated by various ligands including fatty acids and eicosanoids (Forman et al., 1997 Chakravarthy et al., 2009). Once activated, PPARα forms a complex with transcription coactivators (Liang and Ward, 2006) and the transcription factor complex binds to peroxisome proliferative response elements to regulate gene transcription.

Low blood sugar and low insulin levels associated with fasting stimulate glucagon release from the pancreas. Glucagon is a 29 amino acid peptide hormone that acts to increase gluconeogenesis and mobilize fat stores during fasting. Studies by Longuet and colleagues have shown that glucagon is required for the metabolic response to fasting (Longuet et al., 2008). Using mice lacking the glucagon receptor (Gcgr−/− mice) they demonstrated that Gcgr initiated a genetic program that acts to increase fatty acid oxidation in a PPARα- and AMPK-dependent manner (AMPK = adenosine 5′-monophosphate-activated protein kinase). The role of PPARα and AMPK in the regulation of ketogenesis has been reviewed by Grabacka et al. (2016).

Regulation by Sirtuins

Additional control of acetogenesis, as well as ketogenesis, is mediated to a great extent by acetylation and deacetylation of mitochondrial and cytoplasmic enzymes. Protein acetyltransferases and protein deacetylases have profound regulatory effects on acetogenesis and ketogenesis during fasting. Relatively small changes are observed in mitochondrial protein expression levels in response to calorie restriction. However, mitochondrial protein acetylation profiles change dramatically in response to fasting or calorie restriction, demonstrating the critical role that protein acetylation plays in adjusting metabolism to caloric intake (Shimazu et al., 2010a,b). The focus of research in this area has centered on a class of enzymes known as Silent Information Regulator 2 (Sir2) enzymes, also known as sirtuins. Most sirtuins act as protein deacetylases.

There are seven known sirtuins (SIRT1 – 7) expressed in humans. Sirtuins are evolutionarily conserved NAD + -dependent protein deacetylases in eukaryotes that control aspects of metabolic flux and mitochondrial energy derivation. They also regulate links between caloric input, metabolism and gene expression [reviewed in Feldman et al. (2012)]. Because of their dependence on NAD + , these enzymes are in a key position to regulate energy metabolism (Yaku et al., 2018). Sirtuins play a pivotal role in regulating acetate metabolism through their interactions with two key enzymes known as acyl-CoA short-chain synthetases (ACSS). The ACSS enzymes are the only known mammalian enzymes that can convert free acetate into acetyl-CoA. ACSS1 and ACSS2 predominantly utilize acetate as substrate, whereas ACSS3 preferentially uses propionate (see Table 1). The activity of these enzymes is regulated, in part, by acetylation and deacetylation of specific lysine sites. Acetylation inactivates both ACSS1 and ACSS2, whereas deacetylation reactivates them. SIRT1 activates ACSS2 via deacetylation at lysine-661 in the cell cytoplasm and nucleus, whereas SIRT3 acts to activate ACSS1 in the mitochondrial matrix by deacetylation at lysine-635 (Hallows et al., 2006). In this manner, sirtuins regulate the conversion of free acetate to acetyl-CoA throughout the cell by activating the ACSS enzymes operating at the center of free acetate metabolism. The ACSS enzymes are discussed in detail in Section �yl-CoA Short-Chain Synthetases and Acetate Utilization in Different Subcellular Compartments” below, as well as in part 2 of this review.

الجدول 1. Estimated Km values for the three known ACSS enzymes toward the short chain fatty acids acetate, propionate, and butyrate.

SIRT3 activity is also an important regulator of ketone body metabolism. SIRT3 is localized in the mitochondrial matrix (Cooper and Spelbrink, 2008) and because of its control over acetyl-CoA formation from acetate in this compartment (via ACSS1) it is involved in metabolic fuel switching and ketone body utilization (Dittenhafer-Reed et al., 2015). Using quantitative acetylated protein measurements in five tissues, Dittenhafer-Reed and colleagues showed that fasted SIRT3 knockout mice exhibit hyper-acetylated mitochondrial proteins relative to fasted wild type mice. The altered protein acetylation patterns were tissue specific, with fuel producing tissues such as liver and kidney showing a different acetylome response to SIRT3 knockout and fasting than fuel utilizing tissues such as brain, skeletal muscle, and heart. In wild type mice, the liver and kidney expressed the highest protein levels of SIRT3, whereas brain, muscle and heart had lower expression levels. There was a positive correlation between SIRT3 wild type expression levels and the total number of mitochondrial protein acetylation sites in each tissue in fasted SIRT3 الفئران بالضربة القاضية. Also, tissues that generally have lower SIRT3 expression (brain, muscle, and heart) exhibited larger fold changes in the acetylation status of mitochondrial proteins than tissues with high SIRT3 expression (liver and kidney). These findings indicate that SIRT3 reduces the protein acetylation load in mitochondria. Further, these investigators showed that in the brains of fasted SIRT3 knockout mice less acetyl-CoA was formed from the ketone body acetoacetate indicating impaired ketone body metabolism (Dittenhafer-Reed et al., 2015). The authors note that two key enzymes involved in acetyl-CoA production from ketone bodies are likely targets for SIRT3 regulation through deacetylation. The first, succinyl-CoA:3-ketoacid-CoA transferase (OXCT) transfers CoA from succinyl-CoA to acetoacetate, forming acetoacetyl-CoA. The second enzyme, acetyl-CoA acetyltransferase 1 (ACAT1), then converts acetoacetyl-CoA into two molecules of acetyl-CoA. Both of these enzymes were found to be hyper-acetylated in the brains of SIRT3 knockout animals indicating that SIRT3 facilitates ketone body utilization in target tissues such as the brain. Dittenhafer-Reed and colleagues conclude that SIRT3 mediates metabolic coupling between fuel producing and fuel utilizing tissues through deacetylation of key mitochondrial enzymes associated with ketone body utilization.


Cholesterol metabolism

Cholesterol is an extremely important biological
molecule that has roles in membrane structure as
well as being a precursor for the synthesis of the
steroid hormones and bile acids . Both dietary
cholesterol and that synthesized de novo are
transported through the circulation in lipoprotein
particles . The same is true of cholesteryl esters,
the form in which cholesterol is stored in cells.
The synthesis and utilization of cholesterol must be
tightly regulated in order to prevent over-
accumulation and abnormal deposition within the
هيئة. Of particular importance clinically is the
abnormal deposition of cholesterol and cholesterol-
rich lipoproteins in the coronary arteries. Such
deposition, eventually leading to atherosclerosis, is
the leading contributory factor in diseases of the
coronary arteries.

التخليق الحيوي of cholesterol

Slightly less than half of the cholesterol in the body
derives from biosynthesis de novo . Biosynthesis in
the liver accounts for approximately 10%, and in the
intestines approximately 15%, of the amount
produced each day. Cholesterol synthesis occurs in
the cytoplasm and microsomes (ER) from the two-
carbon acetate group of acetyl-CoA.
The acetyl-CoA utilized for cholesterol biosynthesis
is derived from an oxidation reaction (e.g., fatty
acids or pyruvate) in the mitochondria and is
transported to the cytoplasm by the same process
as that described for fatty acid synthesis (see the
Figure below). Acetyl-CoA can also be synthesized
from cytosolic acetate derived from cytoplasmic
oxidation of ethanol which is initiated by
cytoplasmic alcohol dehydrogenase (ADH3). كل ال
reduction reactions of cholesterol biosynthesis use
NADPH as a cofactor. The isoprenoid intermediates
of cholesterol biosynthesis can be diverted to other
synthesis reactions, such as those for dolichol
(used in the synthesis of N -linked glycoproteins,
coenzyme Q (of the oxidative phosphorylation
pathway) or the side chain of heme- a. بالإضافة إلى،
these intermediates are used in the lipid
modification of some proteins .

The process of cholesterol synthesis has five major
steps:
1. Acetyl-CoAs are converted to 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA (HMG-CoA)

2. HMG-CoA is converted to mevalonate

3. Mevalonate is converted to the isoprene based
molecule, isopentenyl pyrophosphate (IPP), with the concomitant loss of CO2

4. IPP is converted to squalene

5. Squalene is converted to cholesterol.

Pathway of cholesterol biosynthesis. Synthesis
begins with the transport of acetyl-CoA from the
mitochondrion to the cytosol. The rate limiting step
occurs at the 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA
(HMG-CoA) reducatase, HMGR catalyzed step. ال
phosphorylation reactions are required to solubilize
the isoprenoid intermediates in the pathway.
Intermediates in the pathway are used for the
synthesis of prenylated proteins, dolichol, coenzyme
Q and the side chain of heme a . The abbreviation
"PP" (e.g. isopentenyl-PP) stands for
pyrophosphate. Place mouse over intermediate
names to see structure.
Acetyl-CoA units are converted to mevalonate by a
series of reactions that begins with the formation of
HMG-CoA . Unlike the HMG-CoA formed during
ketone body synthesis in the mitochondria, this
form is synthesized in the cytoplasm. ومع ذلك ، فإن
pathway and the necessary enzymes are similar to
those in the mitochondria. Two moles of acetyl-CoA
are condensed in a reversal of the thiolase reaction,
forming acetoacetyl-CoA. The cytoplasmic thiolase
enzyme involved in cholesterol biosynthesis is
acetoacetyl-CoA thiolase encoded by the ACAT2
الجين. Although the bulk of acetoacetyl-CoA is
derived via this process, it is possible for some
acetoacetate, generated during ketogenesis, to
diffuse out of the mitochondria and be converted to
acetoacetyl-CoA in the cytosol via the action of
acetoacetyl-CoA synthetase (AACS). Acetoacetyl-
CoA and a third mole of acetyl-CoA are converted to
HMG-CoA by the action of HMG-CoA synthase.
HMG-CoA is converted to mevalonate by HMG-CoA
reductase, HMGR (this enzyme is bound in the
endoplasmic reticulum, ER). HMGR absolutely
requires NADPH as a cofactor and two moles of
NADPH are consumed during the conversion of
HMG-CoA to mevalonate. The reaction catalyzed by
HMGR is the rate limiting step of cholesterol
biosynthesis, and this enzyme is subject to
complex regulatory controls as discussed below.
Mevalonate is then activated by two successive
phosphorylations (catalyzed by mevalonate kinase,
and phosphomevalonate kinase), yielding 5-
pyrophosphomevalonate. In humans, mevalonate
kinase resides in the cytosol indicating that not all
the reactions of cholesterol synthesis are catalyzed
by membrane-associated enzymes as originally
described. After phosphorylation, an ATP-dependent
decarboxylation yields isopentenyl pyrophosphate,
IPP, an activated isoprenoid molecule. Isopentenyl
pyrophosphate is in equilibrium with its isomer,
dimethylallyl pyrophosphate, DMPP. One molecule
of IPP condenses with one molecule of DMPP to
generate geranyl pyrophosphate, GPP. GPP further
condenses with another IPP molecule to yield
farnesyl pyrophosphate, FPP. Finally, the NADPH-
requiring enzyme, squalene synthase catalyzes the
head-to-tail condensation of two molecules of FPP,
yielding squalene. Like HMGR, squalene synthase is
tightly associated with the ER. Squalene undergoes
a two step cyclization to yield lanosterol. الأول
reaction is catalyzed by squalene monooxygenase.
This enzyme uses NADPH as a cofactor to
introduce molecular oxygen as an epoxide at the 2,3
position of squalene. Through a series of 19
additional reactions, lanosterol is converted to
cholesterol.
The terminal reaction in cholesterol biosynthesis is
catalyzed by the enzyme 7-dehydrocholesterol
reductase encoded by the DHCR7 gene. Functional
DHCR7 protein is a 55.5 kDa NADPH-requiring integral membrane protein localized to the microsomal membrane. Deficiency in DHCR7 (due to gene mutations) results in the disorder called Smith-Lemli-Opitz syndrome, SLOS . SLOS is characterized by increased levels of 7-dehydrocholesterol and reduced levels (15% to 27% of normal) of cholesterol resulting in multiple developmental malformations and behavioral problems.

اللائحة من الكوليسترول نتيجة الجمع بين الطريحة والنقيضة

Normal healthy adults synthesize cholesterol at a
rate of approximately 1g/day and consume
approximately 0.3g/day. A relatively constant level
of cholesterol in the blood (150� mg/dL) is
maintained primarily by controlling the level of de
novo synthesis. The level of cholesterol synthesis is
regulated in part by the dietary intake of cholesterol.
Cholesterol from both diet and synthesis is utilized
in the formation of membranes and in the synthesis of the steroid hormones and bile acids . The greatest proportion of cholesterol is used in bile acid synthesis.

The cellular supply of cholesterol is maintained at a
steady level by three distinct mechanisms:

1. Regulation of HMGR activity and levels

2. Regulation of excess intracellular free cholesterol
through the activity of acyl-CoA:cholesterol
acyltransferase, ACAT

3. Regulation of plasma cholesterol levels via LDL receptor-mediated uptake and HDL-mediated reverse transport.

Regulation of HMGR activity is the primary means
for controlling the level of cholesterol biosynthesis.
The enzyme is controlled by four distinct
mechanisms: feed-back inhibition, control of gene
expression, rate of enzyme degradation and
phosphorylation-dephosphorylation.
The first three control mechanisms are exerted by
cholesterol itself. Cholesterol acts as a feed-back
inhibitor of pre-existing HMGR as well as inducing
rapid degradation of the enzyme. The latter is the
result of cholesterol-induced polyubiquitination of
HMGR and its degradation in the proteosome (see
proteolytic degradation below). This ability of
cholesterol is a consequence of the sterol sensing
domain, SSD of HMGR. In addition, when cholesterol
is in excess the amount of mRNA for HMGR is
reduced as a result of decreased expression of the
الجين. The mechanism by which cholesterol (and
other sterols) affect the transcription of the HMGR
gene is described below under regulation of sterol
content .
Regulation of HMGR through covalent modification
occurs as a result of phosphorylation and
dephosphorylation. The enzyme is most active in its
unmodified form. Phosphorylation of the enzyme
decreases its activity. HMGR is phosphorylated by
AMP-activated protein kinase, AMPK (this is not the
same as cAMP-dependent protein kinase, PKA).
AMPK itself is activated via phosphorylation.
Phosphorylation of AMPK is catalyzed by at least 2
enzymes. The primary kinase sensitive to rising
AMP levels is LKB1. LKB1 was first identified as a
gene in humans carrying an autosomal dominant
mutation in Peutz-Jeghers syndrome, PJS. LKB1 is
also found mutated in lung adenocarcinomas. ال
second AMPK phosphorylating enzyme is
calmodulin-dependent protein kinase kinase-beta
(CaMKKβ). CaMKKβ induces phosphorylation of
AMPK in response to increases in intracellular Ca2+
as a result of muscle contraction. Visit AMPK: The
Master Metabolic Regulator for more detailed
information on the role of AMPK in regulating
metabolism.
Regulation of HMGR by covalent modification. HMGR
is most active in the dephosphorylated state.
Phosphorylation is catalyzed by AMP-activated
protein kinase (AMPK) an enzyme whose activity is
also regulated by phosphorylation. الفسفرة
of AMPK is catalyzed by at least 2 enzymes: LKB1
and CaMKKβ. Hormones such as glucagon and
epinephrine negatively affect cholesterol
biosynthesis by increasing the activity of the
inhibitor of phosphoprotein phosphatase inhibitor-1,
PPI-1. Conversely, insulin stimulates the removal of
phosphates and, thereby, activates HMGR activity.
Additional regulation of HMGR occurs through an
inhibition of its' activity as well as of its' synthesis
by elevation in intracellular cholesterol levels. هذه
latter phenomenon involves the transcription factor
SREBP described below.
The activity of HMGR is additionally controlled by
the cAMP signaling pathway. Increases in cAMP
lead to activation of cAMP-dependent protein
kinase, PKA. In the context of HMGR regulation, PKA
phosphorylates phosphoprotein phosphatase
inhibitor-1 (PPI-1) leading to an increase in its'
نشاط. PPI-1 can inhibit the activity of numerous
phosphatases including protein phosphatase 2C
(PP2C) and PP2A (also called HMGR phosphatase)
which remove phosphates from AMPK and HMGR,
على التوالى. This maintains AMPK in the
phosphorylated and active state, and HMGR in the
phosphorylated and inactive state. As the stimulus
leading to increased cAMP production is removed,
the level of phosphorylations decreases and that of
dephosphorylations increases. The net result is a
return to a higher level of HMGR activity.
Since the intracellular level of cAMP is regulated by
hormonal stimuli, regulation of cholesterol
biosynthesis is hormonally controlled. Insulin leads
to a decrease in cAMP, which in turn activates
cholesterol synthesis. Alternatively, glucagon and
epinephrine, which increase the level of cAMP,
inhibit cholesterol synthesis.
The ability of insulin to stimulate, and glucagon to
inhibit, HMGR activity is consistent with the effects
of these hormones on other metabolic pathways.
The basic function of these two hormones is to
control the availability and delivery of energy to all
cells of the body.
Long-term control of HMGR activity is exerted
primarily through control over the synthesis and
degradation of the enzyme. When levels of
cholesterol are high, the level of expression of the
HMGR gene is reduced. Conversely, reduced levels of cholesterol activate expression of the gene. Insulin also brings about long-term regulation of cholesterol metabolism by increasing the level of HMGR synthesis.


شاهد الفيديو: مسائل على التحويل من الاحداثيات الكارتيزية الى الإسطوانيه والكروية (قد 2022).